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Prueba "BCL1/IGH: Detección de reordenamiento"

Información Clínica

La translocación t(11;14)(q13;q32) es característica del linfoma del manto, ya que se ha observado en el 60-70% de los casos de este tipo de linfoma, y sólo muy esporádicamente en otros tipos de linfomas no-Hodgkin. La región de ruptura en el cromosoma 11 se denominó inicialmente región BCL1. Aproximadamente en el 40% de los casos con translocación, ésta ocurre dentro de una zona de 85 pb  en la zona 5’ del gen que codifica la ciclina D1 (gen CCND1). La región de ruptura en el cromosoma 14 corresponde en casi todos los casos a una zona del locus IGH yuxtapuesto a una región de potentes estimuladores de la transcripción de IGH (“enhancers”), lo que da lugar a la activación trascripcional del gen que codifica la ciclina D1. La ciclina D1, junto con la proteina CDK4 fosforila e inactiva la proteina RB, permitiendo a las células el paso por la fase G1 del ciclo celular. Puesto que la ciclina D1 no se expresa normalmente en linfocitos B ni en otros linfomas no Hodgkin, excepto el linfoma del manto, se considera que la presencia de ciclina D1 está relacionada con la patogénesis del linfoma del manto.

Utilidad Clínica

La determinación de la presencia de la translocación t(11;14) es adecuada tanto para apoyo diagnóstico como para monitorizar la presencia de enfermedad mínima residual en el linfoma del manto.

Descripción del Método

Se prepara ADN genómico de la muestra a estudio.

El método se realiza siguiendo las indicaciones de los protocolos desarrollados por el grupo BIOMED-2 (van Dongen et al 2003). Se realiza una PCR con los oligonucleótidos diseñados por BIOMED2, conteniendo un oligonucleótido fluorescente, preparando al mezcla de forma manual en el laboratorio.  Se realiza la PCR en las condiciones descritas utilizando entre 100 y 300 ng de ADN por mezcla. Los productos da cada grupo de PCR se analizan mediante electroforesis en gel de agarosa. La presencia de un fragmento amplificado en alguna de las mezclas de PCR dentro de un rango de tamaños posibles es sugerente de la presencia de la translocación. Se verifica mediante secuenciación. El tamaño final del producto positivo se determina mediante electroforesis capilar en un instrumento ABIPrism310 (Applied Byosistems).

Requerimientos del Paciente

Ninguno en especial

Requisitos de la Muestra

Sangre, médula ósea anticoagulada EDTA (Contenedor): Tubo de tapón morado

Ganglio linfático / biopsia de tejido en fresco: envío inmediato en tubo tipo eppendorf o en suero salino

Ganglio linfático en parafina: 5 cortes de 5 micras, con indicación de la celularidad tumoral.

Líquidos Biológicos: ascítico, pleural, sinovial, pericárdico. (Contenedor): Tubo de plástico sin aditivos.

Valores de Referencia

No aplica.

Se incluirá un informe con la interpretación de los resultados.

Valores Críticos

....

Interpretación de los Resultados

La aparición de un fragmento amplificado es sugerente de presencia de translocación. El análisis de secuencia permitirá verificar la presencia de la translocación. En el 40% de los casos,  el punto de ruptura  se encuentra en una zona de 85 pb denominada región MTC (Major Translocation Cluster), aunque pueden ocurrir rupturas hasta en una zona de 2 kb más delante de esta zona y no se detectarían mediante la técnica utilizada.

Precauciones.

A pesar de que la técnica de PCR ofrece resultados rápidos y puede ser utilizada para monitorizar la enfermedad mínima residual, los estudios de detección de esta translocación basados en PCR solo cubren hasta un 40% de las translocaciones posibles, lo cual hace que esta técnica no sea la ideal con fines exclusivamente diagnósticos, ya que hasta un 60% de los casos con translocación podrían no ser detectados. Debería utilizarse como método de diagnóstico la citogenética y la hibridación mediante FISH, que tienen el potencial de detectar hasta el 100% de las translocaciones.

Tiempo de Respuesta

Entre 4 y 20 días laborables.

Consultar vía telefónica cuando se necesiten resultados en el menor tiempo posible.

Bibliografía

Van Dongen et al. Design and standardization of PCR primers and protocols for detection of clonal immunoglobulin and T-cell receptor gene recombinations in suspect lymphoproliferations. Leukemia (2003) 17: 2257-2317

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